用于增强结肠癌化疗的肠道菌群葡萄糖醛酸酶响应甘草酸胶束

作者：韩子意白雪峰王钰璋陈其文张先正来源：《高分子学报》日期：2022-06-16人气：2143

结直肠癌(colorectal cancer, CRC)是世界上最常见的恶性肿瘤之一，严重危害人类健康，且呈现年轻化、发病率和死亡率屡创新高的特点^[1]. 由于大多数CRC患者确诊时即为晚期，伴随远端转移，失去手术切除的机会. 因此，化疗是CRC的主要治疗手段^[2]. 然而，在反复给药后，患者会产生耐药性从而导致化疗失败. 其中，肿瘤细胞表面P-糖蛋白(P-gp)的过度表达是导致化疗抵抗的主要原因之一^[3]. P-糖蛋白可以识别和结合大多数疏水性化疗药物，将药物“泵”到肿瘤细胞外，降低胞浆内有效药物浓度，从而削弱化疗疗效^[4]. 癌症患者一旦出现耐药性问题，即使改用替代性化疗药物或者增大药物用量，都很难改善治疗效果，而且会产生更加严重的毒副作用^[5]. 因此，迫切需要解决肿瘤化疗耐药的问题.

抑制肿瘤细胞P-gp表达是增强肿瘤化疗的有效策略. 一些P-gp抑制剂，如基因干扰siRNA能直接沉默P-gp基因表达，具有良好治疗潜力^[6]. 然而，siRNA是带负电的生物大分子，容易在血液循环中被降解，细胞摄取差且转染效率低^[7]. 采用纳米颗粒^[8]，如脂质体^[9]和聚合物纳米粒子^[10]包裹化疗药物和siRNA，可以实现二者的高效递送，减少P-gp表达，增强治疗效果^[11]. 但是，这些纳米载体通常十分复杂，难以实现大规模生产^[12]. 其次，基因药物siRNA和小分子化疗药物在理化性质和药代动力学上存在很大差异，影响治疗效率^[13]. 再则，siRNA及纳米载体的生物安全性评估也是个问题^[14]. 因此，开发符合临床转化需求的纳米载体克服化疗耐药十分关键^[15,16].

肠道菌群紊乱在结肠癌发生发展中扮演着重要角色^[17]. 文献表明，结肠癌患者肠道菌群结构发生显著变化，并伴随大量分泌酶活性的增强: 如胆固醇脱氧酶，α-脱羟酶和β-葡萄糖醛酸酶^[18]等. 其中，β-葡萄糖醛酸酶的浓度在结肠区域和肿瘤部位的活性比正常组织提高12.1倍^[19]. 基于此，本文设计了一种肠道菌群葡萄糖醛酸酶响应的甘草酸自组装载药胶束(DOX@GLCS)，实现原位P-gp抑制剂的生成和化疗药物的递送，从而克服结肠癌化疗耐药(‍如图1). 甘草酸(glycyrrhizin, GL)是一种从甘草中提取的药用分子，已在临床上使用了二十多年，具有良好的生物相容性^[20]. GL由亲水性的葡萄糖酸和疏水性的甘草次酸(glycyrrhetinic acid, GA)通过糖苷键连接而成^[21]. 通过亲疏水自组装，GL形成胶束，包载疏水性药物阿霉素(doxorubicin, DOX). 同时，在GL胶束表面静电吸附正电性壳聚糖(chitosan, CS)，构建DOX@GLCS载药系统. 作为一种前药自组装载药体系，DOX@GLCS具有高载药量、高稳定性和高肿瘤选择性特点^[22,23]. 口服给药后^[24]，胶束在胃和小肠中保持稳定，并有效地积累到结肠肿瘤区域. 这里，细菌分泌的葡萄糖醛酸酶^[25]迅速水解甘草酸的糖苷键，导致胶束结构破坏，释放药物DOX. 同时，甘草酸转化为P-gp抑制剂甘草次酸，有效地降低了肿瘤细胞P-gp表达^[26]. 在2种原位结肠癌小鼠模型中，口服DOX@GLCS显著地抑制了肿瘤生长. 此外，壳聚糖作为一种益生元，被肠道有益菌代谢，调节失调的肠道菌群和过激的炎性状态，修复受损的肠道黏膜^[27,28]. 该胶束结构简单，成药性好，高效逆转了肿瘤耐药，为增强肿瘤化疗提供了新可能.

Fig. 1 (a) Preparation of gut microbial glucuronidase-responsive DOX@GLCS micelles for delivery of DOX and in situ generation of P-gp inhibitor to overcome colon cancer chemotherapy resistance. (b) The molecular illustration for the self-assembly of DOX@GLCS micelles and production of P-gp inhibitor, GA. (c) Schematic representation of DOX@GLCS micelles to overcome CRC drug resistance and intentinal mucosal repair.

1 实验部分

1.1 主要原料

甘草酸和甘草次酸购自上海麦克林生化科技有限公司. 阿霉素、芘和FITC-葡聚糖购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司. 壳聚糖、冰醋酸、丙酮、DMSO和三乙胺购自国药集团化学试剂有限公司. 3-(4,5-二甲基噻唑-2-yl)-2,5-二苯基四唑溴化铵(MTT)、RPMI 1640培养基、Dulbecco改良培养基(DMEM)、胰蛋白酶、青霉素-链霉菌、嘌呤霉素和胎牛血清(FBS)均来自GIBCO Invitrogen公司.

1.2 临界胶束浓度(CMC)测定

胶束的CMC值根据芘荧光探针法测定^[29]. 分别向7个样品管中加入0.1 mL芘的丙酮溶液(6 × 10^-6 mol/L)，静置24 h，待溶液挥发完全后依次向样品管中加入1 mL不同浓度的甘草酸溶液(浓度分别为1000，500，250，125，62.5，31.3和15.6 mg/L)，室温静置12 h后，用荧光分光光度计检测荧光强度(发射波长为393 nm). 以荧光光谱(300~360 nm)的第三振动带I₃和第一振动带I₁的比值为纵坐标，以甘草酸浓度的对数为横坐标作图，曲线切线的交点即CMC值.

1.3 DOX@GLCS胶束的制备

将抗癌药物盐酸阿霉素溶于DMSO，加入三乙胺去除盐酸以获得疏水性药物DOX.

将1 mg脱盐阿霉素溶解于0.05 mL DMSO中，得到药物溶液. 将制得的药物溶液加入到甘草酸(1 mg/mL, 7 mL)溶液中，在室温下避光搅拌1 h, 得到GL载药胶束.

将1 mg壳聚糖加入到1 mL 2%冰醋酸溶液中，搅拌过夜，使壳聚糖充分溶解. 将壳聚糖溶液快速加入到上述GL载药胶束溶液中，超声10 min，11000 r/min离心收集最终产品DOX@GLCS.

1.4 胶束载药量和体外释药行为测定

将1 mg DOX@GLCS胶束分散于1 mL DMSO中，通过DOX在DMSO中的标准曲线(激发波长为488 nm)计算胶束中的DOX含量，并计算药物的载药量.

载药量% = (材料中包载的药物质量/材料的质量) × 100%

为研究阿霉素体外释放行为，将1 mg/mL DOX@GLCS胶束分别在模拟胃液(SGF, pH=2.0)、模拟小肠液(SIF, pH=6.8)和模拟结肠液(SCF, pH=7.4, 20%小鼠粪便滤液)中孵育24 h^[30]，并于1、2、4、8、12、24 h收集上清液. 释放出的DOX含量通过荧光分光光度计进行检测，最终参照DOX的标准曲线计算出累积释放量.

累积释放量% = (某时刻已经释放的药物量/材料中总的药物量) × 100%

1.5 粒径、电势和透射电子显微镜(TEM)

胶束的粒径和电势在25 ℃条件下用Nano-ZS-ZEN 3600 (马尔文仪器)进行测定，所有数据均独立测定3次，并以3次数据的平均值作为最终测定结果. 胶束的微观形貌通过透射电子显微镜(JEM-2100，日本)进行观测.

1.6 高效液相色谱(HPLC)分析

采用高效液相色谱法(HPLC)分析肠道菌群对DOX@GLCS胶束的体外降解行为^[31]. 简单地说，从小鼠中取0.5 g盲肠内容物，悬浮在含有1 mg/mL DOX@GLCS胶束的40 mL厌氧培养基中，将混合物在37 ℃下培养24 h. 将所有样品液过滤以去除细菌. 在30 mL氯仿中超声提取上清液，并将所有的提取物混合在一起，在水浴中蒸发至干燥. 将残渣溶解于甲醇中，3000 r/min离心5 min，用于高效液相色谱分析. 采用C-18柱进行测试. 流动相为甲醇/乙酸铵溶液(0.2 mol/L)/冰醋酸(65/34/1，V/V/V)；流速：1 mL/min；检测波长为250 nm；进样20 μL；样品运行时间为40 min.

1.7 细胞摄取实验

CT26小鼠结肠癌细胞在含10%胎牛血清的RPMI 1640培养基中培养(1%青霉素-链霉素，10000 U/mL). 转染荧光素酶的CT26^luc细胞在添加5%嘌呤霉素的RPMI 1640培养基中培养. HCT116人结肠癌细胞和NCM460人正常肠上皮细胞在含10%胎牛血清和1%抗生素的DMEM培养基培养.

采用荧光共聚焦显微镜(CLSM)和流式细胞术探索结肠癌细胞对DOX@GLCS胶束摄取行为. 将CT26细胞接种于六孔板并在37 ℃下培养24 h. 同时，DOX和DOX@GLCS胶束(阿霉素含量为2和4 μg/mL)分别与模拟结肠液SCF共培养24 h. 收集上清，并与CT26细胞孵育4 h. 将CT26细胞洗涤3次，重悬于PBS中用CLSM观察细胞内荧光情况. 对于流式细胞分析实验，细胞被消化收集来定量分析材料的内吞行为.

1.8 细胞毒性检测

用MTT法测定材料的细胞毒性. 为了评估GLCS空白胶束对正常细胞NCM460的细胞毒性，将NCM460细胞接种于96孔板并在37 ℃下培养24 h. 然后，分别加入不同浓度梯度的GLCS溶液(31.3、62.5、125、250、500和1000 μg/mL)，继续孵育24 h. 接着，加入MTT溶液 (5 mg/mL, 10%). 4 h后，加入150 μL DMSO，在570 nm处测定溶解的甲瓒紫的吸光度.

为了评估DOX@GLCS胶束的细胞毒性，将CT26细胞或HCT116细胞接种于96孔板并在37 ℃下培养24 h. 同时，将不同浓度的游离DOX或DOX@GLCS胶束(DOX浓度: 0.1、0.2、0.4、0.8、1.6和3.2 μg/mL)分别与SCF共培养24 h. 收集上清液，加入到CT26细胞或HCT116细胞中孵育24 h，用于后续MTT检测.

为了直接证明肠道菌群代谢产生的甘草次酸的化疗增敏作用，将1 mg/mL甘草次酸溶液和不同浓度的DOX溶液(DOX浓度: 0.25、0.5、1和2 μg/mL)共混，加入到CT26细胞中孵育24 h，用于后续MTT检测.

1.9 诱导DOX耐药CT26细胞(CT26^DOX)

采用浓度梯度递增法诱导耐阿霉素CT26细胞(CT26^DOX). 详细地，将CT26^luc细胞与含50 ng mL^-1 DOX的培养基共培养24 h. 去除死细胞，存活下来的细胞进一步与含50 ng/mL DOX的培养基共孵育. 同样地，收集活细胞再进一步培养. 经过3个循环后，CT26^luc细胞能在含50 ng/mL DOX的培养基中正常生长. 接着，将DOX浓度提高到100 ng/mL，并重复上述筛选周期. 最终，CT26^luc细胞在含300 ng/mL DOX的培养基中生长良好，证明成功诱导了DOX耐药的CT26细胞CT26^DOX.

1.10 体内抗肿瘤效果评估

所有活体动物实验均遵从武汉大学动物实验中心动物护理机构和使用委员会及依据动物管理条例进行. 建立2种结肠癌小鼠模型用来评价DOX@GLCS胶束的抗肿瘤效果. 其中，将转染荧光素酶的CT26^luc细胞(50 µL/小鼠，1×10⁶个细胞)植入BALB/c小鼠盲肠，建立原位结肠癌小鼠模型. 将转染荧光素酶的CT26^DOX细胞(50 µL/小鼠，1×10⁶个细胞)植入BALB/c小鼠盲肠，建立原位耐阿霉素结肠癌小鼠模型.

在原位CT26荷瘤小鼠模型中，利用小动物活体成像系统(in vivo imaging system, IVIS)观察CT26^luc肿瘤细胞的生物发光情况，以反映肿瘤大小. 临床上，阿霉素通常静脉给药. 为了阐明口服载药胶束具有比临床标准疗法更强的治疗效果，阿霉素以静脉注射方式给药而载药胶束以口服方式给药. 将结肠癌小鼠随机分为4组，每组5只. 分别静脉注射PBS、DOX或口服GLCS，DOX@GLCS胶束. 每4天获取1次小鼠肿瘤部位生物发光图像，并对最后一次各组小鼠生物发光进行定量分析. 治疗结束后，收集小鼠肿瘤做进一步分析. 在原位CT26^DOX荷瘤小鼠模型中，将小鼠随机分为3组，每组5只，分别静脉注射PBS、DOX或口服DOX@GLCS胶束. 每7天获取1次小鼠肿瘤部位生物发光图像. 在治疗第15天后，通过CT成像检测每组小鼠肿瘤大小. 实验结束后处死小鼠，取肿瘤组织进行病理分析和P-gp定量检测. 所有动物实验中DOX@GLCS胶束组DOX和游离DOX组DOX的剂量相同，均为5 mg/kg. 给药频率均为3天1次, 共计给药5次.

1.11 肠道通透性评估

口服化疗药物会造成严重的肠道毒副作用. 壳聚糖具有良好的肠黏膜修复功能. 这里，通过体内肠道通透性实验研究DOX@GLCS胶束对肠道的保护作用^[32]. 简而言之，在获取完最后一次小鼠生物发光图像后，小鼠被禁食禁水4 h，然后灌胃0.6 mg/g的4 kDa FITC-葡聚糖溶液，3 h后采集小鼠外周血，测定血清中FITC的荧光强度，来反映“肠漏”的严重程度(激发波长：485 nm，发射波长：525 nm).

1.12 数据统计分析

实验结果以平均值±SEM表示. 采用GraphPad Prism 8软件分析差异的统计学意义. 两组间差异采用双尾t检验，多组间差异采用单因素方差分析(one-way ANOVA)和Tukey多重比较检验. 统计学根据显著性检验方法所得到的P 值，以P < 0.05为有统计学差异，P < 0.01为有显著统计学差异，P < 0.001为有极其显著的统计学差异.

2 结果与讨论

2.1 临界胶束浓度测定

为验证两亲性甘草酸能自组装形成胶束，本文采用芘荧光探针法测定了甘草酸的临界胶束浓度. 如图2(a)所示，测得甘草酸的CMC值为0.57 mg/mL，说明甘草酸在浓度高于0.57 mg/mL时能自组装形成胶束，可以将疏水药物阿霉素包载在其疏水空腔内，具有高效载药能力.

Fig. 2 The synthesis and characterization of DOX@GLCS micelles. (a) The critical micelle concentration (CMC) of glycyrrhizin (GL). TEM images of (b) GLCS micelles and (c) DOX@GLCS micelles. (d) The size distribution of GLCS and DOX@GLCS micelles. (e) The size stability and (f) zeta potential stability of DOX@GLCS micelles.

2.2 胶束形貌和粒径特征

图2(b)和2(c)分别是空白胶束GLCS和载药胶束DOX@GLCS的透射电镜照片. 照片清晰地显示胶束为规则的球形，分散良好. 动态光散射结果表明，胶束载药前后的粒径分别为252和165 nm，且有较窄的粒径分布(PDI分别为0.223和0.164). 包载阿霉素后胶束粒径变小，这归功于正电性的阿霉素对整个胶束静电体系的平衡，从而使得胶束更稳定，粒径更小(图2(d)).

稳定性是纳米载药体系临床转化的重要评价指标. 将DOX@GLCS胶束在PBS中保存1周，并于第1、2、3、5和7天分别测定胶束的粒径和电势. 结果如图2(e)和2(f)所示，胶束在1周内具有良好的时间稳定性，这有利于胶束的体内长循环，增强疗效.

2.3 胶束载药和释药性能研究

胶束的载药量通过测定计算为17.1%，说明该体系能有效包载疏水药物. DOX@GLCS胶束响应肠道菌群触发释药行为如图3(a)和3(b)所示. 经SIF和SGF培养后，药物释放缓慢，24 h内的释药量不足10%. 动态光散射结果显示胶束的粒径在整个过程中也基本保持不变. 其优异的稳定性是由于带正电荷的壳聚糖和阿霉素与带负电荷的甘草酸间的强静电相互作用. 相比之下，经SCF共培养后，DOX释放明显，在8 h内达到70%，24 h内达到90%. 同样，胶束粒径也随之变大，意味着胶束结构被破坏. 以上结果表明，口服DOX@GLCS胶束可以实现药物在富含细菌的肠道和肿瘤组织中特异性释放，避免了在胃部的提前泄露.

Fig. 3 The gut microbiota-responsive drug release behaviour of DOX@GLCS micelles. (a) The release profiles of DOX from DOX@GLCS micelles in SGF, SIF, and SCF conditions. (b) The particle sizes of DOX@GLCS micelles under different conditions. (c) The HPLC analysis of GL after incubation with gut microbiota. The yellow curves represent the GL and decomposed GL under SCF conditions, respectively. The blue curve represents the produced GA.

随后，通过高效液相色谱(HPLC)分析肠道菌群对甘草酸的代谢转化行为. 如图3(c)所示，胶束经SCF共培养后，甘草酸的峰强度显著降低(31 min). 同时，在27 min时出现了甘草次酸的特征峰，表明肠道菌群转化了胶束中的甘草酸，生成了P-gp抑制剂甘草次酸.

2.4 载药胶束的肿瘤细胞抑制效果评估

胶束经肠道菌群代谢产生的甘草次酸是一种有效的P-gp抑制剂，能促进细胞内药物积累，增敏结肠癌化疗. 因此，我们评估了载药胶束在细胞水平上克服化疗耐药性的能力. 为了确保DOX@GLCS胶束的安全性，首先对胶束进行生物相容性研究. 如图4(a)所示，空白胶束对正常肠上皮细胞NCM460没有明显毒性. 随后，通过MTT法探究了胶束对结肠癌细胞的化疗增敏作用. 将游离DOX和DOX@GLCS胶束分别与模拟结肠液SCF共培养后，测定其对CT26细胞或HCT116细胞的杀伤效果. 如图4(b)和4(c)所示，相比游离DOX，DOX@GLCS胶束具有更强的细胞毒性. 将甘草次酸和阿霉素共混后，阿霉素毒性增强，说明DOX@GLCS胶束能增强化疗效果是产生的甘草次酸的结果(图4(d)).

Fig. 4 The enhanced chemotherapy effect of micelles in vitro. (a) The cell viability of NCM460 cells treated by DOX free GLCS micelles. The cell viability of CT26 cells (b) and HCT116 cells (c) treated by free DOX and DOX@GLCS micelles with different DOX concentrations. (d) The cell viability of CT26 cells treated by free DOX and DOX+GA with different DOX concentrations. (e) The CLSM images of CT26 cells treated by free DOX and DOX@GLCS micelles (DOX concentrations were 2mg/L and 4mg/L, respectively). The scale bar is 100 μm. (f) The mean fluorescence intensity (MFI) of DOX in CT26 cells measured by flow cytometer. (g) The P-gp expression of CT26 cells treated by free DOX and DOX@GLCS micelles.

共聚焦激光扫描显微镜(CLSM)结果显示相比游离DOX，DOX@GLCS胶束处理后的CT26细胞具有更强的荧光强度，意味着更多的DOX积累(图4(e)). 流式定量结果进一步表明，该胶束显著提高了肿瘤细胞对阿霉素的摄取能力(图4(f)). 为了证明DOX@GLCS胶束通过抑制肿瘤细胞P-gp的表达来提高药物摄入，通过定量逆转录-聚合酶链反应(qRT-PCR)分析肿瘤细胞在mRNA水平上P-gp的表达情况. 与DOX处理相比，DOX@GLCS胶束显著地抑制了CT26细胞的P-gp表达(图4(g)). 以上结果表明，DOX@GLCS胶束在肠道菌群作用下，生成甘草次酸抑制了肿瘤细胞P-gp表达，提高了胞内有效药物浓度，从而增强了阿霉素化疗效果.

接着，我们进一步在耐阿霉素CT26细胞株(CT26^DOX)中评估了载药胶束的化疗增敏效果. 如图5(a)~5(c)所示，DOX对CT26^DOX细胞的半致死量浓度(IC₅₀)值是正常CT26细胞的3倍. CT26^DOX的P-gp表达也增加了3倍，表明成功诱导了阿霉素耐药结肠癌细胞(图5(d)). 和游离DOX相比，DOX@GLCS胶束表现出对CT26^DOX细胞更强的杀伤效果(图5(e)). 与CT26细胞的实验结果一致，经DOX@GLCS胶束处理后，CT26^DOX细胞P-gp表达也明显降低(图5(f)).

Fig. 5 The enhanced chemotherapy effect of micelles for DOX-resistant CT26 cells as compared with free DOX. The cell viability of CT26 cells (a) and CT26^DOXcells (b) treated by free DOX with different concentrations. (c) The IC₅₀ value of CT26 cells and DOX-resistant CT26^DOXcells. (d) The P-gp expression of CT26 cells and DOX-resistant CT26^DOXcells. (e) The cell viability of CT26^DOXcells treated by free DOX and DOX@GLCS micelles. (f) The P-gp expression of DOX-resistant CT26^DOX cells treated by free DOX and DOX@GLCS micelles.

2.5 载药胶束体内抗肿瘤效果评估

根据体外实验结果，我们对胶束体内抗肿瘤效果进行了评估. 通过小动物活体成像系统定量肿瘤组织的发光强度，以反映肿瘤大小. 如图6(a)和6(b)所示，DOX@GLCS胶束处理的小鼠生物发光最弱，表明肿瘤体积最小. 单独使用GLCS或DOX治疗组的小鼠生物发光很强，意味着其不能有效抑制肿瘤生长. 治疗结束后，收集各组肿瘤，同样表明DOX@GLCS胶束抗肿瘤效果最好(图6(c)).

Fig. 6 The antitumor efficacy of micelles in orthotopic CT26-bearing mice models as compared with free DOX. (a) In vivo whole-body bioluminescence images of tumor-bearing mice treated by PBS, DOX, GLCS, and DOX@GLCS micelles. Three representative mice per treatment group are shown. (b) Mean bioluminescence intensity of mice after different treatments. (c) Representative images of excised tumors at the end of experiments.

为了更好地证明DOX@GLCS胶束的化疗增敏能力，我们进一步建立了原位耐阿霉素结肠癌小鼠模型. 如图7(a)所示，对照组小鼠由于肿瘤负荷过大，出现死亡现象. DOX@GLCS胶束处理的小鼠生物发光最弱，表明肿瘤体积最小. 游离DOX不能有效抑制肿瘤生长. 在治疗15天后，小鼠CT成像同样表明DOX@GLCS胶束处理的小鼠肿瘤最小(图7(b)). 治疗结束后处死小鼠，收集各组肿瘤组织，H&E切片和Ki67免疫荧光染色显示经DOX@GLCS胶束治疗后，肿瘤组织呈现出最明显的细胞凋亡(图7(c)). 随后，检测了各组肿瘤的P-gp表达情况. 反复注射DOX后，肿瘤组织P-gp表达明显升高，这与化疗诱导耐药的临床问题一致. 相反地，DOX@GLCS治疗显著下调了P-gp表达，增强了药物疗效(图7(d)). 最后，对小鼠肠道通透性进行了评估. 如图7(e)所示，经壳聚糖修饰的载药胶束DOX@GLCS治疗后，小鼠肠道通透性得到了明显改善，说明该药物递送系统具有良好的肠道黏膜修复功能.

Fig. 7 The antitumor efficacy of micelles in orthotopic CT26^DOX-bearing mice models as compared with free DOX. (a) In vivo whole-body bioluminescence images of orthotopic CT26^DOX-bearing mice treated by PBS, DOX, and DOX@GLCS micelles. Three representative mice per treatment group are shown. (b) CT images of mice after different treatments. (c) H&E images and Ki67 images of intestinal tissues of orthotopic CT26^DOXtumor-bearing mice treated by PBS, DOX and DOX@GLCS micelles (Scale bar = 50 μm). (d) The P-gp expression of CT26^DOX tumor tissues treated by PBS, DOX and DOX@GLCS micelles. (e) The intestinal permeability of mice after different treatments.

3 结论

本文设计了一种肠道菌群葡萄糖醛酸酶响应载药胶束用于克服结肠癌化疗耐药. 通过亲疏水自组装，构建包载疏水药物DOX的GL胶束. 随后，在GL胶束表面修饰壳聚糖构建DOX@GLCS载药体系. 口服给药后，DOX@GLCS在肠道菌群作用下裂解，释放DOX. 同时，细菌分泌的葡萄糖醛酸转化甘草酸生成甘草次酸，抑制肿瘤耐药蛋白P-gp表达. 在2种原位结肠癌小鼠模型中，DOX@GLCS治疗均显著地增强了化疗效果，并修复了受损的肠道黏膜. 该菌群触发释药型胶束为克服CRC化疗耐药性提供了新策略.

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